Cap , 5'-cap (pronunțat five-stroke-cap ) sau cap-structure (din engleză cap - cap) - structură la capătul 5' al ARN- ului mesager (ARNm) și al altor ARN eucariote . Capacul constă din una sau mai multe nucleotide modificate și este caracteristic numai pentru transcrierile sintetizate de ARN polimeraza II . Prezența unui capac este una dintre caracteristicile care disting ARNm eucariote de cele procariote , care poartă trifosfat la capătul 5’. Aceasta și alte diferențe cauzează o stabilitate semnificativ mai mare, un mecanism special de inițiere a translației și alte caracteristici ale ciclului de viață ARNm eucariotic [1] [2] .
Capacul este o ribonucleotidă modificată - 7-metilguanozină conectată printr-o punte 5',5'- trifosfat la primul rest nucleotidic al transcriptului. Într-un sens restrâns, 7-metilguanozina este înțeleasă ca un capac. În plus, primele două nucleotide ale transcriptului pot fi metilate în poziţia 2'-O a restului de riboză . Capacul promovează procesarea eficientă a pre-ARNm, exportul de ARNm din nucleu, translația acestuia și protecția împotriva degradării rapide [3] [1] .
Până în anii 1970, studiile biochimice ale ARNm au fost efectuate în principal pe E. coli ( Escherichia coli ) și bacteriofagi . Până în acest moment, s-a descoperit că ARNm-urile E. coli au trei grupări fosfat la capătul 5’ și aceeași presupunere a fost făcută pentru ARNm eucariote . În 1971-1972, Kin-Ichiro Miura și Aaron Shatkin au stabilit că ARN-urile reovirusului conțin fosfat de 2’-O-metilguanozină. Aceasta a fost prima dovadă a prezenței nucleotidelor cu grupări metil în ARN-ul virusurilor eucariote [4] .
Miura a continuat să lucreze în Japonia cu Yasuhiro Furuichi. Acesta din urmă a descoperit că prezența unui donor de grupare metil ( S-adenosilmetionina ) în amestecul de reacție este necesară pentru transcrierea eficientă a genelor virusului polihedrozei citoplasmatice , în timp ce o grupare metil face parte din prima nucleotidă a transcriptului, iar a doua este parte a unei componente necunoscute. Furuichi a remarcat, de asemenea, că capătul 5’ al unui astfel de ARN este protejat de acțiunea fosfatazei alcaline [5] . În același an, au fost publicate mai multe articole care descriu prezența nucleotidelor metilate în ARN izolat din celulele eucariote. După ce a discutat toate rezultatele obținute, Fritz Rottmann a sugerat că m 7 GppNp (unde N este orice nucleotidă) este o structură care blochează capetele 5’ ale tuturor ARNm-urilor eucariote [6] . Puțin mai târziu, Furuichi și Miura au rafinat această structură și au arătat prezența nu a unei punți di-, ci a unei punți trifosfat în ea. În același timp, grupul lui Wei și Moss și Miura a găsit m 7 GpppGp și m 7 GpppAp la capetele 5’ ale ARNm de vaccinia [4] .
Furuiti, Shatkin și James Darnell și colegii au analizat în curând ARNm al celulelor HeLa și au descoperit că capetele lor 5’ sunt protejate de aceeași structură ca ARN-ul viral [7] . Darnell a propus mai întâi utilizarea termenului „cap” [4] .
Un capac special (m 2,2,7 GpppNp), caracteristic ARN-urilor nucleare mici , a fost descoperit pentru prima dată de grupul Harris Bush. Totuși, ca și în cazul capacului obișnuit, prima dată când structura a fost determinată incorect, aceasta conținea o punte difosfat în loc de una trifosfat [8] .
Enzimele de acoperire au fost izolate pentru prima dată în laboratorul Moss [1] .
În marea majoritate a eucariotelor, capătul 5’ al transcriptelor sintetizate de ARN polimeraza II este modificat în timpul transcripției prin adăugarea de 7-metilguanozină (vezi figura). ARN polimeraza II sintetizează toate pre-ARNm, unele ARN- uri nucleare mici și ARN-urile nucleolare mici . Virușii care sunt adaptați la viață în celulele eucariote pot avea, de asemenea, ARN-capped, indiferent dacă sunt sintetizați de ARN polimeraza II sau de altă enzimă [9] . În funcție de poziția sistematică a organismului eucariot și de tipul de ARN, structura de acoperire inițială poate suferi modificări ulterioare, în principal metilare [10] .
Pentru 2013, sunt cunoscute următoarele tipuri de limite [1] [10] [11] :
Interesant este că în ARN-ul virusurilor animale, prima nucleotidă după 7-metilguanozină este de obicei purina , care poate fi metilată suplimentar la atomii de bază azotată (de exemplu, pentru a forma N6 - metiladenozină). În ARNm-urile celulare animale, prima nucleotidă după capac poate fi oricare dintre cele patru și, de regulă, este de asemenea metilată suplimentar. În general, se poate spune că, cu cât organismul este mai bine organizat, cu atât mai multe grupări metil per capac [1] .
Limitarea este primul pas în maturarea ARN . Capsularea are loc în timpul transcripției în nucleul celulei , când transcriptul sintetizat atinge o lungime de 25–30 de nucleotide [13] . Capsularea este realizată de trei enzime : ARN-trifosfataza, guaniltransferaza și guanil-N7- metiltransferaza [ 14] .
ARN trifosfataza scindează gruparea y-fosfat din nucleotida 5’-terminală a transcriptului. Secvența de aminoacizi a trifosfatazelor ARN variază semnificativ între eucariote și pot fi distinse cel puțin două familii ale acestor enzime: ARN trifosfataze bivalente dependente de cationi (caracteristice protozoarelor , ciupercilor și virusurilor eucariote ) și bivalente independente de cationi (trifosfatazele caracteristice). de animale și plante ) [15] .
În drojdia de brutărie ( Saccharomyces cerevisiae ), ARN-trifosfataza este codificată de propria sa genă Cet1 , în timp ce la mamifere și alte organisme multicelulare , este sintetizată o enzimă bifuncțională care are atât ARN trifosfatază (domeniul N-terminal ) cât și activitate guanil transferază (C-terminal). domeniu) [16] . Guanil transferaza (codificată de gena Ceg1 în drojdie) realizează transferul reziduului GMP de la GTP la gruparea β-fosfat a nucleotidei 5’-terminale a transcriptului cu formarea structurii GpppN. Această reacție are loc în două etape pentru a forma un intermediar enzimă-(lisil-N)-GMP. Guaniltransferaza poate folosi doar 5’-difosfat ca substrat, ceea ce asigură că numai capetele 5’ ale transcriptelor primare sunt acoperite, dar nu și cele formate ca urmare a procesării endonucleolitice a ARN (clivarea fragmentelor de ARN 5’-terminale de către endonucleaze ). ). Ca o excepție, în tripanozomi și nematozi , este posibilă limitarea ARNm-urilor care au suferit procesări endonucleolitice. ARN-urile scurte cu capac lider sunt fuzionate la capătul 5' al ARNm. Cu toate acestea, chiar și în acest caz, ARN-urile lider sunt supuse plafonării în timpul transcripției [16] .
N7 -metiltransferaza (sau 7 -metiltransferaza) în toate organismele este codificată de o genă separată ( Abd1 în drojdie) [15] . Această enzimă catalizează transferul unei grupări metil de la S-adenosilmetionină la ARN Gppp pentru a forma ARN m7 Gppp .
Limitarea în timpul transcripției este asigurată de faptul că enzimele corespunzătoare se leagă direct la domeniul fosforilat C -terminal al subunității mari a ARN polimerazei II [17] [18] . Domeniul C-terminal are o structură unică conservată evolutiv: constă din motive repetitive de aminoacizi Tyr - Ser - Pro - Thr -Ser-Pro-Ser [15] .
Mai multe protein kinaze pot fosforila resturile de aminoacizi în domeniul C-terminal. Tranziția de la inițierea transcripției la alungirea timpurie este însoțită de fosforilarea Ser-5 de către factorul de transcripție TFIIH [19] . În timpul transcripției, cantitatea de Ser-5 fosforilat scade, iar Ser-2 fosforilat începe să predomine [15] . După ce ARN polimeraza II este fosforilată la Ser-5, factorul de transcripție negativ DSIF ( factor de inducere a sensibilității DRB ) este adăugat la complexul de transcripție , care, la rândul său, atrage un al doilea regulator negativ, NELF ( factor de alungire negativ ) . Împreună, acești factori inhibă temporar trecerea ulterioară a transcripției.
Domeniul guanil transferază al enzimei de acoperire a mamiferelor are o afinitate pentru domeniul C-terminal al ARN polimerazei II, care este fosforilat la Ser-5. În drojdie, guaniltransferaza Ceg1 se leagă de ARN polimeraza, care apoi recrutează ARN trifosfataza Cet1 în complex. În plus, guanil transferaza se leagă simultan la una dintre subunitățile factorului DSIF. Legarea la forma fosforilată a ARN polimerazei și la DSIF stimulează activitatea catalitică a guaniltransferazei [20] .
Interacțiunile descrise asigură că plafonarea are loc imediat după inițierea transcripției și înainte ca complexul de transcripție să treacă la alungirea productivă. Se crede că Ser-5 fosforilat se pierde în momentul în care transcrierea atinge 500 de nucleotide în lungime. În același timp, enzimele de acoperire se disociază și de complexul de transcripție [19] . Este important de reținut că nu numai transcripția determină cursul plafonării, dar succesul procesului de limitare influențează și cursul ulterioar al transcripției (vezi mai jos).
Capatarea capătului 5’ al transcriptului ARN determină în mare măsură soarta sa ulterioară în celulă. Sunt cunoscute următoarele funcții de limitare:
O serie de studii indică faptul că enzimele de limitare pot juca un rol în reglarea transcripției [20] . În 2007, s-a demonstrat că promotorii multor gene eucariote conțin în mod constant un complex de inițiere complet asamblat care poate sintetiza transcrieri scurte, dar mișcarea ulterioară a acestui complex în genă, adică tranziția de la inițiere la alungirea transcripției, este suprimată. [21] [22] [23 ] . Se presupune că un astfel de sistem permite, dacă este necesar, începerea rapidă a transcripției, ceea ce este deosebit de important în cazul genelor responsabile de dezvoltarea embrionară și de răspunsul celular la influențele externe. Mecanismul de comutare a transcripției de la „pauză” la alungirea productivă este considerat în prezent o modalitate cheie de control al transcripției. Există motive să credem că plafonarea poate fi unul dintre aceste „comutatoare” [24] .
Conform unor date, mișcarea complexului de transcripție este inhibată de factorii de transcripție DSIF și NELF, care acționează împreună, și este restabilită sub acțiunea regulatorului pozitiv PTEFb, care fosforilează motivele repetitive de aminoacizi în domeniul C-terminal al ARN polimeraza II la poziţia Ser-2 [20] . Mai multe grupuri de cercetători au descoperit că transcripția genelor în drojdie este stimulată de enzimele de limitare [25] [26] [27] . S-a demonstrat că efectul acestor enzime asupra transcripției nu se modifică, chiar dacă se dovedesc a fi inactive catalitic din cauza mutațiilor. Acest fapt sugerează că simpla prezență a enzimelor de acoperire în complexul de transcripție, și nu neapărat chiar structura capacului, stimulează mișcarea complexului de transcripție. Efectul stimulator al enzimelor de capping asupra transcripției poate fi explicat, în primul rând, prin faptul că acestea sunt capabile să lege DSIF, deplasând NELF din complexul cu acesta, drept urmare efectul inhibitor al DSIF asupra transcripției se oprește [26] . În al doilea rând, s-a demonstrat că 7-metiltransferaza din drojdia Schizosaccharomyces pombe și nematodul Caenorhabditis elegans poate recruta factorul de transcripție PTEFb în complexul de transcripție, ceea ce promovează începutul mișcării complexului în genă [28] [29] . În plus, recrutarea suplimentară a PTEFb este asigurată de complexul proteic de legare a capacului (CBC) [30] .
În același timp, s-a demonstrat că transcripția cel puțin a unor gene de drojdie de panificație are loc independent de plafonare [20] . Astfel, la drojdii, cuplarea dintre plafonare și transcripție este o caracteristică specifică genei. Cercetările ulterioare pot arăta dacă acesta este cazul altor organisme.
Structura capacului stimulează splicingul pre-ARNm atât in vitro , cât și in vivo , iar excizia intronului cel mai apropiat de capătul 5’ al transcriptului este stimulată într-o măsură mai mare [31] [32] [33] . Efectul pozitiv al capacului asupra îmbinării este explicat după cum urmează: imediat după ce capacul este atașat la capătul 5’ al transcrierii , complexul de legare a capacului (CBC ) se leagă de acesta, ceea ce este important pentru etapele ulterioare ale pre- procesarea ARNm . CBC este format din două subunități: cap-binding CBP20 (în engleză cap binding protein ) și CBP80 auxiliar [34] . Complexul de legare a capacului interacționează cu una dintre componentele spliceozomului , snRNP U1, și asigură aterizarea acestuia pe pre-ARNm lângă capătul 5’. snRNP U1 este responsabil pentru recunoașterea locului de îmbinare la capătul 5’, de la care începe asamblarea ulterioară a spliceozomului [35] . Trebuie remarcat faptul că, ca și în cazul transcripției, în prezent nu se știe exact ce proporție de pre-ARNm, a căror splicing nu depinde de prezența unui capac, în diferite organisme. Cu toate acestea, s-a demonstrat că o astfel de dependență este specifică genei în S. cerevisiae [20] .
Capătul 3’ al ARNm eucariotic se formează în două etape: mai întâi, o endonuclează specială introduce o rupere în capătul 3’ al ARNm, iar apoi poli(A) polimeraza atașează o coadă de poliadenină la capătul 3’ nou format [36]. ] . Prezența capacului stimulează clivajul endonucleolitic al capătului 3’ al ARNm în extractele de nuclee de celule HeLa [37] [38] . Efectul pozitiv al capacului în acest caz este realizat și prin complexul de legare a capacului, care se leagă de componentele complexului de procesare 3’ și asigură stabilitatea acestuia [39] . Nu a fost încă stabilit clar dacă prezența unui capac influențează eficiența poliadenilării.
Capacul joacă un rol important în transportul ARN din nucleu. Exportul ARNm se realizează cu participarea unui complex de factori de transport Mex67-Mtr2 (în drojdie) sau TAP-p15 (în organisme multicelulare) [40] . Cu toate acestea, acest complex leagă ARNm nu direct, ci prin intermediul proteinei adaptoare Yra1 (în drojdie) sau ALY/REF (în organisme multicelulare), care este una dintre subunitățile complexului proteic TREX. La rândul său, TREX este recrutat în complexul cu ARNm datorită interacțiunii directe a ALY/REF cu subunitatea CBC80 a complexului de legare a capacului [41] . Acest mecanism asigură atașarea complexului de transport aproape de capătul 5’ al ARNm și direcția corespunzătoare a transportului acestuia, cu capătul 5’ spre citoplasmă.
ARN-urile nucleare mici sintetizate de ARN polimeraza II sunt exportate în citoplasmă pentru o perioadă de timp pentru maturare ulterioară, după care se întorc înapoi în nucleu pentru a-și îndeplini funcțiile, în timp ce capacul le reglează transportul în ambele direcții. snRNA-urile sunt exportate cu participarea proteinei de transport Crm1 , care, ca și în cazul ARNm, leagă un substrat specific prin proteina adaptoare PHAX ( adaptor fosforilat pentru exportul de ARN ) [42] . PHAX se atașează de ARNsn prin afinitatea sa pentru complexul de legare a capacului. În timpul formării snRNP -urilor în citoplasmă, structura capacului snRNA suferă o dublă metilare cu formarea unui capac de 2,2,7-trimetilguanozină [10] . Un alt factor de transport, snurportin 1, recunoaște acest capac modificat și permite transportul snRNP înapoi la nucleu [43] . Este probabil ca metilarea suplimentară a capacului să prevină, de asemenea, exportul repetat sau accidental de ARN din nucleu și/sau întoarcerea acestuia în nucleu după mitoză .
Prezența unui capac la capătul 5’ protejează moleculele de ARNm de degradarea rapidă de către exonucleaze în două moduri [44] [1] . În primul rând, 5'-exonucleazele nu pot scinda legătura 5',5'-trifosfat care conectează capacul și ARNm. În al doilea rând, proteinele care leagă capacul (de exemplu, factorii de inițiere a translației eucariote eIF4E-eIF4G) blochează accesul nucleazelor la capătul 5’ al ARNm [10] . Scindarea capacului (decapsularea) este unul dintre pașii cheie în unele căi de degradare a ARNm.
Prin procesul de scindare a ARNm-urilor care conțin codoni stop prematur (NMD), celula scapă de ARNm pe care pot fi sintetizate proteine trunchiate și probabil incapabile. ARNm matur, care conține încă complexul de legare a capacului CBC la capătul 5’ și alte proteine caracteristice mRNP-urilor nucleare, este recrutat în prima rundă de sondare a traducerii . Dacă prezența unui codon stop prematur este detectată în timpul translației, atunci un astfel de ARNm este degradat de-a lungul căii NMD. Dacă nu a existat un astfel de codon stop, atunci proteinele care leagă ARNm sunt înlocuite cu cele caracteristice citoplasmei (de exemplu, legarea ARNm PABP2 la coada poliadeninei este înlocuită cu PABP1, CBC cu eIF4E), iar ARNm devine un șablon complet pentru traducere. [45] .
Majoritatea ARNm eucariote sunt traduse printr-un mecanism dependent de capac și doar o proporție relativ mică dintre ele sunt traduse prin mecanismul de intrare în ribozom intern . Se știe de o perioadă relativ lungă de timp că ARNm-urile necapsulate sunt șabloane slabe pentru sinteza proteinelor în experimentele in vitro și că prezența unui capac stimulează legarea ARNm la ribozom [1] . Până în prezent, a fost descrisă baza moleculară a acestui fenomen. Inițierea translației dependente de capac include asamblarea complexului eIF4F (eIF4E–eIF4G–eIF4A) la capătul 5’ acoperit al ARNm. Factorul de inițiere a translației de legare a capacului eIF4E este primul care se alătură ARNm , care atrage proteina mai mare eIF4G în complex. eIF4G, la rândul său, servește drept platformă pentru aterizarea altor proteine: eIF4A, eIF3 și PABP. Acțiunea acestor proteine și a altor câteva proteine pregătește ARNm pentru inserția complexului de preinițiere 43S care conține subunitatea mică a ribozomului. Aceasta este urmată de scanarea de către subunitatea mică a ribozomului din regiunea 5’-netradusă a ARNm, începând de la capătul 5’, în căutarea unui codon de început și a începutului sintezei proteinelor [46] [47] .
Capacul, împreună cu coada poli(A) , asigură stabilitatea moleculei de ARNm, iar clivajul capacului duce la degradarea acestuia. Astfel, decapsularea este un moment critic în ciclul de viață al ARNm și este puternic reglată în celulă [48] .
Există mai multe căi posibile pentru degradarea ARNm eucariotic [49] :
În cazul degradării ARNm dependentă de scurtarea cozii poli(A), evenimentele se pot dezvolta conform a două scenarii neexclusive. Clivajul în direcția 5’→3’ începe cu decapsularea ARNm sub acțiunea unui complex proteic de decapsulare. În S. cerevisiae , acest complex constă din două proteine: subunitatea catalitică Dcp2 și co-activatorul Dcp1 [en] . La eucariotele superioare, acest complex include o a treia proteină numită Hedls (la om), care asigură o comunicare suplimentară între subunitățile complexului și stimulează decapsularea [48] . Produșii reacției de decapsulare sunt 7-metil- GDP și ARN cu un monofosfat la capătul 5’. Acest capăt 5’ devine accesibil exoribonucleazei Xrn1 , care degradează ARNm în direcția 5’→3’. Proteinele implicate în degradarea 5’→3’ a ARNm se găsesc din abundență în corpurile de procesare , care sunt considerate ca un posibil sit pentru stocarea și/sau degradarea ARNm [49] .
Distrugerea ARNm în direcția 3’→5’ este catalizată de o exonuclează mare cu mai multe subunități, exozomul . Di- sau oligonucleotida acoperită, care rămâne după terminarea exozomului, suferă decapsularea sub acțiunea enzimei DcpS cu formarea de 7-metil-GMP. De asemenea, DcpS transformă 7-metil-GDP, care se formează în timpul decapsulării ARNm prin acțiunea complexului de decapsulare, în 7-metil-GMP [10] .
S-a demonstrat că mARN-urile decapate pot fi recapătate în citoplasmă [3] . În 2009, a fost confirmată sugestia că ARNm trunchiați, care se formează ca urmare a clivajului incomplet de-a lungul căii NMD, suferă o modificare 5’-terminală care nu se poate distinge de plafonare. În plus, s-au găsit enzime citoplasmatice care formează un singur complex și asigură adăugarea secvenţială de β-fosfat și GMP la monofosfat la capătul 5' al ARN-ului trunchiat. Ca rezultat al acestor două reacții, se formează structura GpppN [50] . Deși 7-metiltransferaza este prezentă în citoplasmă, ea nu face parte din complexul de acoperire citoplasmatică. Momentan nu se știe exact modul în care se produce metilarea capacului în timpul acoperirii citoplasmatice [3] și, de asemenea, nu se știe ce semnificație biologică poate avea recapitularea.
Virușii folosesc mașinile sintetice ale celulei pentru a se reproduce, iar traducerea eficientă a ARNm-urilor virale este esențială pentru supraviețuirea lor. În celulele eucariote, numai ARNm-urile acoperite pot fi stabile și traduse. Dimpotrivă, ARNm-urile necapsulate sunt degradate rapid și pot provoca activarea apărării antivirale a celulei. Coevoluția virușilor și a gazdelor lor a condus la apariția diferitelor mecanisme în viruși pentru a depăși această problemă [9] :
Unii virusuri ocolesc problema plafonării prin utilizarea structurilor IRES sau a proteinelor protectoare legate covalent la capetele 5’ ale ARNm-ului lor [9] .
Limitarea ARN este un fenomen unic pentru eucariote și virusurile acestora. Deoarece capacul este caracteristic tuturor eucariotelor vii, se crede că capacul a fost prezent în ultimul lor strămoș comun [16] .
Au fost identificate mai multe cauze posibile ale mecanismului de plafonare. În primul rând, este pierderea secvențelor Shine-Dalgarno ca o modalitate de a identifica ARNm de către ribozomi. ARNm-urile bacteriene conțin o secvență specifică de 8 nucleotide la capătul 5’ care se asociază în mod complementar cu regiunea ARNr 16S pentru a iniția translația. Eucariotele folosesc capacul ca o caracteristică unică a ARNm, legarea eIF4E de capac reprezintă unul dintre primele evenimente în inițierea translației. Pe de altă parte, analiza genomului unor arhee (microorganisme procariote, probabil descendente dintr-un strămoș comun cu eucariote) a relevat și absența secvențelor Shine-Dalgarno, cel puțin în unele ARNm. Deși nu s-au găsit omologi ai enzimelor de acoperire eucariote în arhee , acest lucru poate indica faptul că arheile au dezvoltat încă un alt mecanism de inițiere a translației, încă necunoscut [16] .
Al doilea motiv posibil pentru apariția capacului poate fi apariția la eucariote a 5’-exoribonucleazelor, care nu au fost încă găsite nici în bacterii, nici în arhee. Se sugerează că 5’-exoribonucleazele și mecanismul de acoperire ar putea co-evolua ca mijloc de protecție primitivă a celulelor eucariote de viruși [16] .
O analiză comparativă a aparatului de acoperire al eucariotelor ne permite să facem presupuneri cu privire la filogenia lor . În special, s-a emis ipoteza că ultimul strămoș comun al animalelor și plantelor multicelulare a existat mai târziu decât ultimul strămoș comun al animalelor și ciupercilor multicelulare [51] . Acest lucru contravine datelor analizei comparative a ARNr , care aduce animalele multicelulare mai aproape de ciuperci decât de plante [16] .
Coevoluția pe termen lung a eucariotelor și a virusurilor acestora a condus la dezvoltarea unor mecanisme pentru recunoașterea nespecifică a prezenței virusurilor de către sistemul imunitar înnăscut al mamiferelor. Receptorii de membrană ai celulelor imune TLR7 și TLR8 răspund la apariția în organism a ARN-urilor monocatenar purtând 5’-trifosfat sau cap 0 [52] . Receptorii citoplasmatici RIG-I și MDA5 recunosc ARN-uri cu trifosfat la capătul 5’ și ARN monocatenar sau dublu catenar cu capac 0 sau, respectiv, o proteină de tip VPg la capătul 5’ [53] [54] . În același timp, 2’-O-metilarea ribozei în structura capacului acționează ca un criteriu pentru diferențierea „auto-inamicului” de către celulele sistemului imunitar. Receptorii care se leagă de liganzii lor transmit un semnal către alte molecule, ceea ce duce în cele din urmă la activarea apărării antivirale a organismului. Experimentele pe șoareci de laborator au arătat că o formă mutantă de coronavirus care nu este capabilă de 2'-O-metilarea ribozei provoacă un răspuns antiviral mai puternic și se reproduce mai puțin eficient [54] .
Mulți agenți patogeni și viruși își codifică propriile enzime de acoperire și, deși capacul pe care îl sintetizează poate fi identic cu cel al oamenilor, aceste enzime pot varia foarte mult în compoziția subunității și activitatea catalitică. Aceasta este baza ideii de a dezvolta medicamente care vizează limitarea enzimelor microorganismelor patogene. De exemplu, unul dintre mecanismele de acțiune a medicamentului antiviral ribavirina , pe lângă inhibarea replicării ARN, este o încălcare a plafonării ARNm virale. Ca analog al guanozinei, ribavirina este trifosforilată în celulă și transferată la capătul 5’ al ARNm viral de către guaniltransferaza virală. Cu toate acestea, guanil-7-metiltransferaza virală metilează ineficient ARN-urile acoperite cu ribavirină. Ca urmare, sunt sintetizate ARNm „pseudo-capped”, care sunt stabile în celulă, dar practic nu sunt traduse în proteine virale [55] [56] .
| Modificări post-transcripționale | |||||||||
|---|---|---|---|---|---|---|---|---|---|
| Nuclear |
| ||||||||
| Citosolic |
| ||||||||